Vielen Dank für Ihren Besuch auf Nature.com.Die von Ihnen verwendete Browserversion bietet eingeschränkte CSS-Unterstützung.Für ein optimales Erlebnis empfehlen wir die Verwendung eines aktualisierten Browsers (oder die Deaktivierung des Kompatibilitätsmodus im Internet Explorer).Um weiterhin Support zu gewährleisten, werden wir die Website in der Zwischenzeit ohne Stile und JavaScript rendern.
Die meisten Stoffwechselstudien an Mäusen werden bei Raumtemperatur durchgeführt, obwohl Mäuse unter diesen Bedingungen im Gegensatz zu Menschen viel Energie für die Aufrechterhaltung der Innentemperatur aufwenden.Hier beschreiben wir Normalgewicht und ernährungsbedingte Fettleibigkeit (DIO) bei C57BL/6J-Mäusen, die mit Chow-Chow bzw. einer 45 % fettreichen Diät gefüttert wurden.Mäuse wurden 33 Tage lang bei 22, 25, 27,5 und 30 °C in einem indirekten Kalorimetriesystem untergebracht.Wir zeigen, dass der Energieverbrauch bei beiden Mausmodellen von 30 °C auf 22 °C linear ansteigt und bei 22 °C etwa 30 % höher ist.Bei normalgewichtigen Mäusen wirkte die Nahrungsaufnahme der EE entgegen.Umgekehrt verringerten DIO-Mäuse die Nahrungsaufnahme nicht, wenn der EE abnahm.Am Ende der Studie hatten Mäuse bei 30 °C ein höheres Körpergewicht, eine höhere Fettmasse sowie höhere Plasmaglycerine und Triglyceride als Mäuse bei 22 °C.Das Ungleichgewicht bei DIO-Mäusen könnte auf eine vermehrte, auf Genuss basierende Diät zurückzuführen sein.
Die Maus ist das am häufigsten verwendete Tiermodell für die Untersuchung der menschlichen Physiologie und Pathophysiologie und oft das Standardtier, das in den frühen Stadien der Arzneimittelforschung und -entwicklung verwendet wird.Allerdings unterscheiden sich Mäuse in mehreren wichtigen physiologischen Aspekten vom Menschen, und während die allometrische Skalierung bis zu einem gewissen Grad zur Übertragung auf den Menschen verwendet werden kann, liegen die großen Unterschiede zwischen Mäusen und Menschen in der Thermoregulation und der Energiehomöostase.Dies zeigt eine grundlegende Inkonsistenz.Die durchschnittliche Körpermasse erwachsener Mäuse ist mindestens tausendmal geringer als die von Erwachsenen (50 g vs. 50 kg), und das Verhältnis von Oberfläche zu Masse unterscheidet sich aufgrund der von Mee beschriebenen nichtlinearen geometrischen Transformation um etwa das 400-fache .Gleichung 2. Dadurch verlieren Mäuse im Verhältnis zu ihrem Volumen deutlich mehr Wärme, sind also temperaturempfindlicher, anfälliger für Unterkühlung und haben einen durchschnittlichen Grundumsatz, der zehnmal höher ist als der von Menschen.Bei normaler Raumtemperatur (~22 °C) müssen Mäuse ihren Gesamtenergieverbrauch (EE) um etwa 30 % steigern, um die Körperkerntemperatur aufrechtzuerhalten.Bei niedrigeren Temperaturen steigt der EE noch stärker um etwa 50 % und 100 % bei 15 und 7 °C im Vergleich zu EE bei 22 °C.Standardhaltungsbedingungen induzieren daher eine Kältestressreaktion, die die Übertragbarkeit der Mausergebnisse auf den Menschen beeinträchtigen könnte, da Menschen in modernen Gesellschaften die meiste Zeit unter thermoneutralen Bedingungen verbringen (weil wir aufgrund unseres geringeren Flächenverhältnisses von Oberfläche zu Volumen weniger empfindlich sind). Die Temperatur liegt bei ca. 19 bis 30 °C, da wir um uns herum eine thermoneutrale Zone (TNZ) erzeugen.6, während bei Mäusen ein höheres und schmaleres Band vorliegt, das nur 2–4 °C abdeckt.7,8 Das ist tatsächlich wichtig Dieser Aspekt hat in den letzten Jahren große Aufmerksamkeit erhalten4, 7,8,9,10,11,12 und es wurde vermutet, dass einige „Artenunterschiede“ durch eine Erhöhung der Schalentemperatur gemildert werden können 9. Es besteht jedoch kein Konsens über den Temperaturbereich das stellt bei Mäusen Thermoneutralität dar.Daher bleibt umstritten, ob die untere kritische Temperatur im thermoneutralen Bereich bei Mäusen mit einem Knie eher bei 25 °C oder eher bei 30 °C liegt4, 7, 8, 10, 12.EE und andere Stoffwechselparameter waren auf Stunden bis Tage beschränkt, daher ist unklar, inwieweit eine längere Exposition gegenüber unterschiedlichen Temperaturen Stoffwechselparameter wie das Körpergewicht beeinflussen kann.Verbrauch, Substratverwertung, Glukosetoleranz sowie Plasma-Lipid- und Glukosekonzentrationen sowie appetitanregende Hormone.Darüber hinaus sind weitere Untersuchungen erforderlich, um festzustellen, inwieweit die Ernährung diese Parameter beeinflussen kann (DIO-Mäuse, die sich fettreich ernähren, orientieren sich möglicherweise eher an einer genussorientierten (hedonischen) Ernährung).Um weitere Informationen zu diesem Thema bereitzustellen, untersuchten wir die Auswirkung der Aufzuchttemperatur auf die oben genannten Stoffwechselparameter bei normalgewichtigen erwachsenen männlichen Mäusen und ernährungsbedingt fettleibigen (DIO) männlichen Mäusen bei einer 45 % fettreichen Ernährung.Die Mäuse wurden mindestens drei Wochen lang bei 22, 25, 27,5 oder 30 °C gehalten.Temperaturen unter 22 °C wurden nicht untersucht, da die Temperatur in normalen Tierhaltungen selten unter der Raumtemperatur liegt.Wir fanden heraus, dass normalgewichtige und einkreisige DIO-Mäuse im Hinblick auf EE und unabhängig vom Zustand des Geheges (mit oder ohne Unterschlupf/Nistmaterial) ähnlich auf Änderungen der Gehäusetemperatur reagierten.Während normalgewichtige Mäuse ihre Nahrungsaufnahme jedoch entsprechend der EE anpassten, war die Nahrungsaufnahme der DIO-Mäuse weitgehend unabhängig von der EE, was dazu führte, dass die Mäuse stärker an Gewicht zunahmen.Den Körpergewichtsdaten zufolge zeigten die Plasmakonzentrationen von Lipiden und Ketonkörpern, dass DIO-Mäuse bei 30 °C eine positivere Energiebilanz aufwiesen als Mäuse bei 22 °C.Die zugrunde liegenden Gründe für die Unterschiede im Gleichgewicht der Energieaufnahme und des EE zwischen normalgewichtigen und DIO-Mäusen müssen weiter untersucht werden, können jedoch mit pathophysiologischen Veränderungen bei DIO-Mäusen und der Auswirkung einer genussorientierten Diät als Folge einer fettleibigen Ernährung zusammenhängen.
Der EE stieg linear von 30 auf 22 °C an und war bei 22 °C etwa 30 % höher als bei 30 °C (Abb. 1a,b).Die respiratorische Austauschrate (RER) war unabhängig von der Temperatur (Abb. 1c, d).Die Nahrungsaufnahme stimmte mit der EE-Dynamik überein und nahm mit sinkender Temperatur zu (ebenfalls ~30 % höher bei 22 °C im Vergleich zu 30 °C (Abb. 1e,f). Wasseraufnahme. Volumen und Aktivitätsniveau hingen nicht von der Temperatur ab (Abb. 1g ).
Männliche Mäuse (C57BL/6J, 20 Wochen alt, Einzelhaltung, n=7) wurden vor Beginn der Studie eine Woche lang bei 22 °C in Stoffwechselkäfigen gehalten.Zwei Tage nach der Erhebung der Hintergrunddaten wurde die Temperatur um 06:00 Uhr pro Tag (Beginn der Lichtphase) in 2°C-Schritten erhöht.Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts dargestellt und die Dunkelphase (18:00–06:00 Uhr) wird durch ein graues Kästchen dargestellt.a Energieverbrauch (kcal/h), b Gesamtenergieverbrauch bei verschiedenen Temperaturen (kcal/24 h), c Atemwechselrate (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Mittlerer RER in der Hell- und Dunkelphase (VCO2/VO2). (Nullwert ist als 0,7 definiert).e kumulative Nahrungsaufnahme (g), f 24h Gesamtnahrungsaufnahme, g 24h Gesamtwasseraufnahme (ml), h 24h Gesamtwasseraufnahme, i kumulatives Aktivitätsniveau (m) und j Gesamtaktivitätsniveau (m/24h).).Die Mäuse wurden 48 Stunden lang bei der angegebenen Temperatur gehalten.Die für 24, 26, 28 und 30 °C angezeigten Daten beziehen sich auf die letzten 24 Stunden jedes Zyklus.Die Mäuse wurden während der gesamten Studie gefüttert.Die statistische Signifikanz wurde durch wiederholte Messungen der einfaktoriellen ANOVA, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest, getestet.Sternchen geben die Signifikanz für den Anfangswert von 22 °C an, die Schattierung zeigt die Signifikanz zwischen anderen Gruppen wie angegeben an. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Für den gesamten Versuchszeitraum (0-192 Stunden) wurden Durchschnittswerte berechnet.n = 7.
Wie bei normalgewichtigen Mäusen stieg der EE linear mit abnehmender Temperatur an, und in diesem Fall war der EE bei 22 °C im Vergleich zu 30 °C ebenfalls etwa 30 % höher (Abb. 2a,b).RER änderte sich bei verschiedenen Temperaturen nicht (Abb. 2c, d).Im Gegensatz zu normalgewichtigen Mäusen entsprach die Nahrungsaufnahme nicht dem EE als Funktion der Raumtemperatur.Nahrungsaufnahme, Wasseraufnahme und Aktivitätsniveau waren unabhängig von der Temperatur (Abb. 2e – j).
Männliche (C57BL/6J, 20 Wochen) DIO-Mäuse wurden vor Beginn der Studie eine Woche lang einzeln in Stoffwechselkäfigen bei 22 °C gehalten.Mäuse können 45 % HFD nach Belieben verwenden.Nach zweitägiger Akklimatisierung wurden Basisdaten gesammelt.Anschließend wurde die Temperatur jeden zweiten Tag um 06:00 Uhr (Beginn der Lichtphase) in Schritten von 2°C erhöht.Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts dargestellt und die Dunkelphase (18:00–06:00 Uhr) wird durch ein graues Kästchen dargestellt.a Energieverbrauch (kcal/h), b Gesamtenergieverbrauch bei verschiedenen Temperaturen (kcal/24 h), c Atemwechselrate (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Mittlerer RER in der Hell- und Dunkelphase (VCO2/VO2). (Nullwert ist als 0,7 definiert).e kumulative Nahrungsaufnahme (g), f 24h Gesamtnahrungsaufnahme, g 24h Gesamtwasseraufnahme (ml), h 24h Gesamtwasseraufnahme, i kumulatives Aktivitätsniveau (m) und j Gesamtaktivitätsniveau (m/24h).).Die Mäuse wurden 48 Stunden lang bei der angegebenen Temperatur gehalten.Die für 24, 26, 28 und 30 °C angezeigten Daten beziehen sich auf die letzten 24 Stunden jedes Zyklus.Die Mäuse wurden bis zum Ende der Studie bei 45 % HFD gehalten.Die statistische Signifikanz wurde durch wiederholte Messungen der einfaktoriellen ANOVA, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest, getestet.Sternchen geben die Signifikanz für den Anfangswert von 22 °C an, die Schattierung zeigt die Signifikanz zwischen anderen Gruppen wie angegeben an. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05,***P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05,***P < 0,001,****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Für den gesamten Versuchszeitraum (0-192 Stunden) wurden Durchschnittswerte berechnet.n = 7.
In einer weiteren Versuchsreihe untersuchten wir den Einfluss der Umgebungstemperatur auf dieselben Parameter, diesmal jedoch zwischen Gruppen von Mäusen, die konstant auf einer bestimmten Temperatur gehalten wurden.Die Mäuse wurden in vier Gruppen eingeteilt, um statistische Änderungen des Mittelwerts und der Standardabweichung von Körpergewicht, Fett und normalem Körpergewicht zu minimieren (Abb. 3a – c).Nach 7 Tagen Akklimatisierung wurden 4,5 Tage EE aufgezeichnet.EE wird sowohl tagsüber als auch nachts erheblich von der Umgebungstemperatur beeinflusst (Abb. 3d) und steigt linear an, wenn die Temperatur von 27,5 °C auf 22 °C sinkt (Abb. 3e).Im Vergleich zu anderen Gruppen war der RER der 25°C-Gruppe etwas reduziert und es gab keine Unterschiede zwischen den übrigen Gruppen (Abb. 3f, g).Die Nahrungsaufnahme parallel zum EE-Muster stieg bei 22 °C im Vergleich zu 30 °C um etwa 30 % (Abb. 3h,i).Der Wasserverbrauch und das Aktivitätsniveau unterschieden sich nicht signifikant zwischen den Gruppen (Abb. 3j, k).Die Einwirkung unterschiedlicher Temperaturen über einen Zeitraum von bis zu 33 Tagen führte nicht zu Unterschieden im Körpergewicht, der Muskelmasse und der Fettmasse zwischen den Gruppen (Abb. 3n-s), führte jedoch zu einer Verringerung der Muskelmasse um etwa 15 % im Vergleich zu Selbstberichtete Ergebnisse (Abb. 3n-s).3b, r, c)) und die Fettmasse erhöhte sich um mehr als das Zweifache (von ~1 g auf 2–3 g, Abb. 3c, t, c).Leider weist der 30°C-Schrank Kalibrierungsfehler auf und kann keine genauen EE- und RER-Daten liefern.
- Körpergewicht (a), Muskelmasse (b) und Fettmasse (c) nach 8 Tagen (einen Tag vor der Übertragung auf das SABLE-System).d Energieverbrauch (kcal/h).e Durchschnittlicher Energieverbrauch (0–108 Stunden) bei verschiedenen Temperaturen (kcal/24 Stunden).f Respiratorisches Austauschverhältnis (RER) (VCO2/VO2).g Mittlerer RER (VCO2/VO2).h Gesamtnahrungsaufnahme (g).i Mittlere Nahrungsaufnahme (g/24 Stunden).j Gesamtwasserverbrauch (ml).k Durchschnittlicher Wasserverbrauch (ml/24 h).l Kumuliertes Aktivitätsniveau (m).m Durchschnittliches Aktivitätsniveau (m/24 h).n Körpergewicht am 18. Tag, o Veränderung des Körpergewichts (vom -8. zum 18. Tag), p Magermasse am 18. Tag, q Veränderung der Muskelmasse (vom -8. zum 18. Tag), r Fettmasse am 18. Tag und Veränderung der Fettmasse (von -8 bis 18 Tagen).Die statistische Signifikanz wiederholter Messungen wurde mit Oneway-ANOVA getestet, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05,**P < 0,01,***P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05,**P < 0,01,***P < 0,001,****P < 0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Die Daten werden als Mittelwert + Standardfehler des Mittelwerts dargestellt, die Dunkelphase (18:00–06:00 Uhr) wird durch graue Kästchen dargestellt.Die Punkte in den Histogrammen stellen einzelne Mäuse dar.Für den gesamten Versuchszeitraum (0-108 Stunden) wurden Durchschnittswerte berechnet.n = 7.
Die Mäuse wurden zu Studienbeginn hinsichtlich Körpergewicht, Muskelmasse und Fettmasse angeglichen (Abb. 4a–c) und wie in Studien mit normalgewichtigen Mäusen bei 22, 25, 27,5 und 30 °C gehalten..Beim Vergleich von Gruppen von Mäusen zeigte die Beziehung zwischen EE und Temperatur bei denselben Mäusen eine ähnliche lineare Beziehung mit der Temperatur im Zeitverlauf.Somit verbrauchten Mäuse, die bei 22 °C gehalten wurden, etwa 30 % mehr Energie als Mäuse, die bei 30 °C gehalten wurden (Abb. 4d, e).Bei der Untersuchung der Auswirkungen an Tieren hatte die Temperatur nicht immer Einfluss auf RER (Abb. 4f, g).Nahrungsaufnahme, Wasseraufnahme und Aktivität wurden durch die Temperatur nicht wesentlich beeinflusst (Abb. 4h–m).Nach 33 Tagen Aufzucht hatten Mäuse bei 30 °C ein deutlich höheres Körpergewicht als Mäuse bei 22 °C (Abb. 4n).Im Vergleich zu ihren jeweiligen Ausgangswerten hatten Mäuse, die bei 30 °C aufgezogen wurden, ein signifikant höheres Körpergewicht als Mäuse, die bei 22 °C aufgezogen wurden (Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts: Abb. 4o).Die relativ höhere Gewichtszunahme war eher auf eine Zunahme der Fettmasse (Abb. 4p, q) als auf eine Zunahme der Muskelmasse (Abb. 4r, s) zurückzuführen.In Übereinstimmung mit dem niedrigeren EE-Wert bei 30 °C war die Expression mehrerer BAT-Gene, die die BAT-Funktion/-Aktivität erhöhen, bei 30 °C im Vergleich zu 22 °C verringert: Adra1a, Adrb3 und Prdm16.Andere Schlüsselgene, die ebenfalls die BAT-Funktion/-Aktivität erhöhen, waren nicht betroffen: Sema3a (Regulierung des Neuritenwachstums), Tfam (mitochondriale Biogenese), Adrb1, Adra2a, Pck1 (Glukoneogenese) und Cpt1a.Überraschenderweise nahmen Ucp1 und Vegf-a, die mit einer erhöhten thermogenen Aktivität verbunden sind, in der 30°C-Gruppe nicht ab.Tatsächlich waren die Ucp1-Spiegel bei drei Mäusen höher als in der 22°C-Gruppe und Vegf-a und Adrb2 waren signifikant erhöht.Im Vergleich zur 22 °C-Gruppe zeigten Mäuse, die bei 25 °C und 27,5 °C gehalten wurden, keine Veränderung (ergänzende Abbildung 1).
- Körpergewicht (a), Muskelmasse (b) und Fettmasse (c) nach 9 Tagen (einen Tag vor der Übertragung auf das SABLE-System).d Energieverbrauch (EE, kcal/h).e Durchschnittlicher Energieverbrauch (0–96 Stunden) bei verschiedenen Temperaturen (kcal/24 Stunden).f Respiratorisches Austauschverhältnis (RER, VCO2/VO2).g Mittlerer RER (VCO2/VO2).h Gesamtnahrungsaufnahme (g).i Mittlere Nahrungsaufnahme (g/24 Stunden).j Gesamtwasserverbrauch (ml).k Durchschnittlicher Wasserverbrauch (ml/24 h).l Kumuliertes Aktivitätsniveau (m).m Durchschnittliches Aktivitätsniveau (m/24 h).n Körpergewicht am 23. Tag (g), o Veränderung des Körpergewichts, p Magermasse, q Veränderung der Magermasse (g) am 23. Tag im Vergleich zu Tag 9, Veränderung der Fettmasse (g) am 23. Tag, Fett Masse (g) im Vergleich zum 8. Tag, Tag 23 im Vergleich zum 8. Tag.Die statistische Signifikanz wiederholter Messungen wurde mit Oneway-ANOVA getestet, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05,***P < 0,001,****P < 0,0001. *P < 0,05,***P < 0,001,****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Die Daten werden als Mittelwert + Standardfehler des Mittelwerts dargestellt, die Dunkelphase (18:00–06:00 Uhr) wird durch graue Kästchen dargestellt.Die Punkte in den Histogrammen stellen einzelne Mäuse dar.Für den gesamten Versuchszeitraum (0-96 Stunden) wurden Mittelwerte berechnet.n = 7.
Wie Menschen schaffen Mäuse häufig Mikroumgebungen, um den Wärmeverlust an die Umgebung zu reduzieren.Um die Bedeutung dieser Umgebung für EE zu quantifizieren, haben wir EE bei 22, 25, 27,5 und 30 °C bewertet, mit oder ohne Lederschutz und Nistmaterial.Bei 22 °C reduziert die Zugabe von Standardhäuten den EE um etwa 4 %.Die anschließende Zugabe von Nistmaterial reduzierte den EE um 3–4 % (Abb. 5a,b).Bei der Hinzufügung von Häusern oder Häuten + Einstreu wurden keine signifikanten Veränderungen der RER, der Nahrungsaufnahme, der Wasseraufnahme oder des Aktivitätsniveaus beobachtet (Abbildung 5i–p).Auch die Zugabe von Haut und Nistmaterial verringerte den EE bei 25 und 30 °C deutlich, die Reaktionen waren jedoch quantitativ geringer.Bei 27,5 °C wurde kein Unterschied beobachtet.Bemerkenswert ist, dass in diesen Experimenten der EE mit steigender Temperatur abnahm, in diesem Fall etwa 57 % niedriger als der EE bei 30 °C im Vergleich zu 22 °C (Abb. 5c–h).Dieselbe Analyse wurde nur für die Lichtphase durchgeführt, in der der EE näher an der Grundumsatzrate lag, da die Mäuse in diesem Fall größtenteils in der Haut ruhten, was zu vergleichbaren Effektgrößen bei unterschiedlichen Temperaturen führte (Ergänzende Abbildung 2a – h). .
Daten für Mäuse aus Unterschlupf und Nistmaterial (dunkelblau), Zuhause, aber ohne Nistmaterial (hellblau) und Heim- und Nistmaterial (orange).Energieverbrauch (EE, kcal/h) für die Räume a, c, e und g bei 22, 25, 27,5 und 30 °C, b, d, f und h bedeutet EE (kcal/h).ip-Daten für Mäuse, die bei 22 °C gehalten wurden: i Atemfrequenz (RER, VCO2/VO2), j mittlerer RER (VCO2/VO2), k kumulative Nahrungsaufnahme (g), l durchschnittliche Nahrungsaufnahme (g/24 h), m Gesamtwasseraufnahme (mL), n durchschnittliche Wasseraufnahme AUC (mL/24h), o Gesamtaktivität (m), p durchschnittliches Aktivitätsniveau (m/24h).Die Daten werden als Mittelwert + Standardfehler des Mittelwerts dargestellt, die Dunkelphase (18:00–06:00 Uhr) wird durch graue Kästchen dargestellt.Die Punkte in den Histogrammen stellen einzelne Mäuse dar.Die statistische Signifikanz wiederholter Messungen wurde mit Oneway-ANOVA getestet, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05，**P < 0,01。 *P < 0,05，**P < 0,01。 *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Für den gesamten Versuchszeitraum (0-72 Stunden) wurden Durchschnittswerte berechnet.n = 7.
Bei normalgewichtigen Mäusen (2–3 Stunden Fasten) führte die Aufzucht bei unterschiedlichen Temperaturen nicht zu signifikanten Unterschieden in den Plasmakonzentrationen von TG, 3-HB, Cholesterin, ALT und AST, wohl aber von HDL als Funktion der Temperatur.Abbildung 6a-e).Die Nüchtern-Plasmakonzentrationen von Leptin, Insulin, C-Peptid und Glucagon unterschieden sich ebenfalls nicht zwischen den Gruppen (Abbildungen 6g–j).Am Tag des Glukosetoleranztests (nach 31 Tagen bei unterschiedlichen Temperaturen) betrug der Ausgangsblutzuckerspiegel (5–6 Stunden Fasten) etwa 6,5 mM, ohne Unterschied zwischen den Gruppen. Die Verabreichung von oraler Glukose erhöhte die Blutzuckerkonzentrationen in allen Gruppen signifikant, aber sowohl die Spitzenkonzentration als auch die inkrementelle Fläche unter den Kurven (iAUCs) (15–120 Minuten) waren in der Gruppe der bei 30 °C gehaltenen Mäuse niedriger (einzelne Zeitpunkte: P < 0,05–P < 0,0001, Abb. 6k, l) im Vergleich zu den Mäusen, die bei 22, 25 und 27,5 °C gehalten wurden (die sich untereinander nicht unterschieden). Die Verabreichung von oraler Glukose erhöhte die Blutzuckerkonzentrationen in allen Gruppen signifikant, aber sowohl die Spitzenkonzentration als auch die inkrementelle Fläche unter den Kurven (iAUCs) (15–120 Minuten) waren in der Gruppe der bei 30 °C gehaltenen Mäuse niedriger (einzelne Zeitpunkte: P < 0,05–P < 0,0001, Abb. 6k, l) im Vergleich zu den Mäusen, die bei 22, 25 und 27,5 °C gehalten wurden (die sich untereinander nicht unterschieden). Die regelmäßige Verabreichung von Glukosekonzentraten erfolgt in allen Gruppen, z. Die Temperatur (iAUC) (15–120 Min.) wird kurz vor der Zubereitung auf 30 °C erhitzt (siehe Zeitvorwahl: S < 0,05–P < 0,0001, ris. 6k, l) bei Temperaturen von 22, 25 und 27,5 ° C (wird zwischendurch nicht gekühlt). Die orale Verabreichung von Glukose erhöhte die Blutzuckerkonzentrationen in allen Gruppen signifikant, aber sowohl die Spitzenkonzentration als auch die inkrementelle Fläche unter den Kurven (iAUC) (15–120 Minuten) waren in der 30 °C-Mäusegruppe niedriger (getrennte Zeitpunkte: P < 0,05– P < 0,0001, Abb. 6k, l) im Vergleich zu Mäusen, die bei 22, 25 und 27,5 °C gehalten wurden (die sich nicht voneinander unterschieden).Die Temperatur beträgt 30 °C增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点:P < 0,05–P < 0,0001, 6k, 100°C, 22°C, 25°C und 27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中, 和曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点点 点:P < 0,05–P < 0,0001, 6k, l, 22, 25 und 27,5 °C.Die orale Verabreichung von Glukose erhöhte die Blutzuckerkonzentrationen in allen Gruppen signifikant, aber sowohl die Spitzenkonzentration als auch die Fläche unter der Kurve (iAUC) (15–120 Minuten) waren in der Gruppe der mit 30 °C gefütterten Mäuse (alle Zeitpunkte) niedriger.: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, Abb.6l, l) im Vergleich zu Mäusen, die bei 22, 25 und 27,5°C gehalten wurden (kein Unterschied untereinander).
Plasmakonzentrationen von TG, 3-HB, Cholesterin, HDL, ALT, AST, FFA, Glycerin, Leptin, Insulin, C-Peptid und Glucagon werden bei erwachsenen männlichen DIO(al)-Mäusen nach 33 Tagen Fütterung bei der angegebenen Temperatur gezeigt .Mäuse wurden 2–3 Stunden vor der Blutentnahme nicht gefüttert.Die Ausnahme bildete ein oraler Glukosetoleranztest, der zwei Tage vor Ende der Studie an Mäusen durchgeführt wurde, die 5–6 Stunden lang gefastet und 31 Tage lang bei der entsprechenden Temperatur gehalten wurden.Mäuse wurden mit 2 g/kg Körpergewicht belastet.Die Fläche unter den Kurvendaten (L) wird als inkrementelle Daten (iAUC) ausgedrückt.Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt.Die Punkte stellen einzelne Proben dar. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001,n = 7. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001,n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Bei DIO-Mäusen (die ebenfalls 2–3 Stunden lang gefastet hatten) unterschieden sich die Plasmacholesterin-, HDL-, ALT-, AST- und FFA-Konzentrationen zwischen den Gruppen nicht.Sowohl TG als auch Glycerin waren in der 30 °C-Gruppe im Vergleich zur 22 °C-Gruppe signifikant erhöht (Abbildungen 7a–h).Im Gegensatz dazu war 3 GB bei 30 °C etwa 25 % niedriger als bei 22 °C (Abbildung 7b).Obwohl bei Mäusen, die bei 22 °C gehalten wurden, eine insgesamt positive Energiebilanz aufwies, was auf die Gewichtszunahme schließen lässt, deuten Unterschiede in den Plasmakonzentrationen von TG, Glycerin und 3-HB darauf hin, dass Mäuse bei 22 °C bei der Probenentnahme weniger als bei 22 °C hatten C.°C.Mäuse, die bei 30 °C aufgezogen wurden, befanden sich in einem relativ energetisch negativeren Zustand.Dementsprechend waren die Leberkonzentrationen von extrahierbarem Glycerin und TG, jedoch nicht von Glykogen und Cholesterin, in der 30 ° C-Gruppe höher (ergänzende Abbildung 3a – d).Um zu untersuchen, ob die temperaturabhängigen Unterschiede in der Lipolyse (gemessen durch Plasma-TG und Glycerin) das Ergebnis interner Veränderungen im Nebenhoden- oder Leistenfett sind, haben wir am Ende der Studie Fettgewebe aus diesen Speichern extrahiert und die freien Fettsäuren ex quantifiziert vivo.und Freisetzung von Glycerin.In allen Versuchsgruppen zeigten Fettgewebeproben aus Nebenhoden- und Leistendepots einen mindestens zweifachen Anstieg der Glycerin- und FFA-Produktion als Reaktion auf die Isoproterenolstimulation (ergänzende Abbildung 4a – d).Es wurde jedoch kein Einfluss der Schalentemperatur auf die basale oder Isoproterenol-stimulierte Lipolyse festgestellt.In Übereinstimmung mit einem höheren Körpergewicht und einer höheren Fettmasse waren die Plasma-Leptinspiegel in der 30-°C-Gruppe signifikant höher als in der 22-°C-Gruppe (Abbildung 7i).Im Gegensatz dazu unterschieden sich die Plasmaspiegel von Insulin und C-Peptid nicht zwischen den Temperaturgruppen (Abb. 7k, k), aber Plasmaglukagon zeigte eine Abhängigkeit von der Temperatur, aber in diesem Fall wurden fast 22 °C in der entgegengesetzten Gruppe zweimal verglichen bis 30°C.AUS.Gruppe C (Abb. 7l).FGF21 unterschied sich nicht zwischen verschiedenen Temperaturgruppen (Abb. 7m).Am Tag der OGTT betrug der Ausgangsblutzucker etwa 10 mM und unterschied sich nicht zwischen Mäusen, die bei unterschiedlichen Temperaturen gehalten wurden (Abb. 7n).Die orale Gabe von Glukose erhöhte den Blutzuckerspiegel und erreichte in allen Gruppen 15 Minuten nach der Gabe einen Spitzenwert von etwa 18 mM.Es gab keine signifikanten Unterschiede in der iAUC (15–120 Minuten) und den Konzentrationen zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Dosis (15, 30, 60, 90 und 120 Minuten) (Abbildung 7n, o).
Plasmakonzentrationen von TG, 3-HB, Cholesterin, HDL, ALT, AST, FFA, Glycerin, Leptin, Insulin, C-Peptid, Glucagon und FGF21 wurden bei erwachsenen männlichen DIO (ao)-Mäusen nach 33 Tagen Fütterung gezeigt.angegebene Temperatur.Mäuse wurden 2–3 Stunden vor der Blutentnahme nicht gefüttert.Eine Ausnahme bildete der orale Glukosetoleranztest, der zwei Tage vor Ende der Studie in einer Dosis von 2 g/kg Körpergewicht an Mäusen durchgeführt wurde, die 5–6 Stunden lang gefastet und 31 Tage lang bei der entsprechenden Temperatur gehalten wurden.Die Fläche unter den Kurvendaten (o) wird als inkrementelle Daten (iAUC) angezeigt.Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt.Die Punkte stellen einzelne Proben dar. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001,n = 7. *P < 0,05,**P < 0,01,**P < 0,001,****P < 0,0001,n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Die Übertragbarkeit von Nagetierdaten auf den Menschen ist ein komplexes Thema, das eine zentrale Rolle bei der Interpretation der Bedeutung von Beobachtungen im Kontext der physiologischen und pharmakologischen Forschung spielt.Aus wirtschaftlichen Gründen und zur Erleichterung der Forschung werden Mäuse häufig bei Raumtemperatur unterhalb ihrer thermoneutralen Zone gehalten, was zur Aktivierung verschiedener kompensatorischer physiologischer Systeme führt, die die Stoffwechselrate erhöhen und möglicherweise die Translatierbarkeit beeinträchtigen9.Daher kann die Kälteexposition von Mäusen dazu führen, dass Mäuse gegen ernährungsbedingte Fettleibigkeit resistent werden und Hyperglykämie bei mit Streptozotocin behandelten Ratten aufgrund eines erhöhten, nicht insulinabhängigen Glukosetransports verhindert wird.Es ist jedoch nicht klar, inwieweit sich eine längere Exposition gegenüber verschiedenen relevanten Temperaturen (von Raumtemperatur bis thermoneutral) auf die unterschiedliche Energiehomöostase von normalgewichtigen Mäusen (auf Futter) und DIO-Mäusen (auf HFD) und die Stoffwechselparameter auswirkt und in welchem Ausmaß Dabei konnten sie einen Anstieg des EE mit einem Anstieg der Nahrungsaufnahme ausgleichen.Die in diesem Artikel vorgestellte Studie soll Klarheit zu diesem Thema schaffen.
Wir zeigen, dass bei normalgewichtigen erwachsenen Mäusen und männlichen DIO-Mäusen der EE umgekehrt mit der Raumtemperatur zwischen 22 und 30 °C zusammenhängt.Somit war der EE bei 22 °C etwa 30 % höher als bei 30 °C.in beiden Mausmodellen.Ein wichtiger Unterschied zwischen normalgewichtigen Mäusen und DIO-Mäusen besteht jedoch darin, dass normalgewichtige Mäuse bei niedrigeren Temperaturen durch entsprechende Anpassung der Nahrungsaufnahme dem EE entsprachen, während die Nahrungsaufnahme von DIO-Mäusen unterschiedlich stark schwankte.Die Studientemperaturen waren ähnlich.Nach einem Monat nahmen DIO-Mäuse, die bei 30 °C gehalten wurden, mehr Körpergewicht und Fettmasse zu als Mäuse, die bei 22 °C gehalten wurden, wohingegen normale Menschen, die bei derselben Temperatur und für den gleichen Zeitraum gehalten wurden, nicht zu Fieber führten.abhängiger Unterschied im Körpergewicht.Gewicht Mäuse.Im Vergleich zu Temperaturen nahe der Thermoneutralität oder bei Raumtemperatur führte das Wachstum bei Raumtemperatur dazu, dass DIO- oder normalgewichtige Mäuse bei einer fettreichen Diät, aber nicht bei einer normalgewichtigen Mäusediät relativ weniger an Gewicht zunahmen.Körper.Unterstützt durch andere Studien17,18,19,20,21, aber nicht durch alle22,23.
Es wird angenommen, dass die Fähigkeit, eine Mikroumgebung zur Reduzierung des Wärmeverlusts zu schaffen, die thermische Neutralität nach links verschiebt8, 12. In unserer Studie reduzierten sowohl das Hinzufügen von Nistmaterial als auch die Verschleierung den EE, führten jedoch bis zu 28 °C nicht zu thermischer Neutralität.Daher stützen unsere Daten nicht, dass der Tiefpunkt der Thermoneutralität bei erwachsenen Mäusen mit einem Knie, mit oder ohne umweltfreundliche Häuser, bei 26–28 °C liegen sollte, wie gezeigt8,12, sie stützen jedoch andere Studien, die Thermoneutralität belegen.Temperaturen von 30 °C bei Mäusen mit Tiefpunkt7, 10, 24. Erschwerend kommt hinzu, dass der thermoneutrale Punkt bei Mäusen nachweislich tagsüber nicht statisch ist, da er während der Ruhephase (Lichtphase) niedriger ist, möglicherweise aufgrund der geringeren Kalorienzufuhr Produktion als Ergebnis der Aktivität und der ernährungsbedingten Thermogenese.So liegt der untere Punkt der thermischen Neutralität in der Hellphase bei ~29°C und in der Dunkelphase bei ~33°C25.
Letztlich wird der Zusammenhang zwischen Umgebungstemperatur und Gesamtenergieverbrauch durch die Wärmeableitung bestimmt.In diesem Zusammenhang ist das Verhältnis von Oberfläche zu Volumen ein wichtiger Faktor für die thermische Empfindlichkeit und beeinflusst sowohl die Wärmeableitung (Oberfläche) als auch die Wärmeerzeugung (Volumen).Neben der Oberfläche wird die Wärmeübertragung auch durch die Isolierung (Wärmeübertragungsrate) bestimmt.Beim Menschen kann Fettmasse den Wärmeverlust reduzieren, indem sie eine isolierende Barriere um die Körperhülle herum bildet. Es wurde vermutet, dass Fettmasse auch für die Wärmeisolierung bei Mäusen wichtig ist, indem sie den thermoneutralen Punkt senkt und die Temperaturempfindlichkeit unterhalb des thermischen Neutralpunkts verringert ( Kurvensteigung).Umgebungstemperatur im Vergleich zu EE)12.Unsere Studie war nicht darauf ausgelegt, diesen mutmaßlichen Zusammenhang direkt zu bewerten, da die Daten zur Körperzusammensetzung neun Tage vor der Erhebung der Daten zum Energieverbrauch erhoben wurden und die Fettmasse während der gesamten Studie nicht stabil war.Da jedoch normalgewichtige und DIO-Mäuse trotz eines mindestens fünffachen Unterschieds in der Fettmasse bei 30 °C einen um 30 % niedrigeren EE aufweisen als bei 22 °C, unterstützen unsere Daten nicht, dass Fettleibigkeit eine grundlegende Isolierung bieten sollte.Faktor, zumindest nicht im untersuchten Temperaturbereich.Dies steht im Einklang mit anderen Studien, die besser darauf ausgelegt sind, dies zu untersuchen4,24.In diesen Studien war die isolierende Wirkung von Fettleibigkeit gering, es wurde jedoch festgestellt, dass Fell 30–50 % der gesamten Wärmeisolierung ausmacht4,24.Bei toten Mäusen stieg die Wärmeleitfähigkeit jedoch unmittelbar nach dem Tod um etwa 450 % an, was darauf hindeutet, dass die isolierende Wirkung des Fells für das Funktionieren physiologischer Mechanismen, einschließlich der Gefäßverengung, notwendig ist.Zusätzlich zu den Artenunterschieden im Fell zwischen Mäusen und Menschen kann die schlechte Isolationswirkung von Fettleibigkeit bei Mäusen auch durch die folgenden Überlegungen beeinflusst werden: Der Isolationsfaktor der menschlichen Fettmasse wird hauptsächlich durch die subkutane Fettmasse (Dicke) vermittelt26,27.Typischerweise bei Nagetieren weniger als 20 % des gesamten tierischen Fetts28.Darüber hinaus ist die Gesamtfettmasse möglicherweise nicht einmal ein suboptimales Maß für die Wärmeisolierung einer Person, da argumentiert wurde, dass eine verbesserte Wärmeisolierung durch die unvermeidliche Vergrößerung der Oberfläche (und damit einen erhöhten Wärmeverlust) bei zunehmender Fettmasse ausgeglichen wird..
Bei normalgewichtigen Mäusen veränderten sich die Nüchternplasmakonzentrationen von TG, 3-HB, Cholesterin, HDL, ALT und AST bei verschiedenen Temperaturen fast fünf Wochen lang nicht, wahrscheinlich weil sich die Mäuse im gleichen Zustand der Energiebilanz befanden.waren in Gewicht und Körperzusammensetzung gleich wie am Ende der Studie.In Übereinstimmung mit der Ähnlichkeit der Fettmasse gab es auch keine Unterschiede im Plasma-Leptinspiegel oder im Nüchterninsulin, C-Peptid und Glucagon.Bei DIO-Mäusen wurden weitere Signale gefunden.Obwohl Mäuse bei 22 °C in diesem Zustand ebenfalls keine insgesamt negative Energiebilanz aufwiesen (da sie an Gewicht zunahmen), wiesen sie am Ende der Studie im Vergleich zu Mäusen, die bei 30 °C aufgezogen wurden, unter Bedingungen wie z hoher Ketongehalt.Produktion durch den Körper (3-GB) und eine Abnahme der Konzentration von Glycerin und TG im Plasma.Allerdings scheinen temperaturabhängige Unterschiede in der Lipolyse nicht das Ergebnis intrinsischer Veränderungen im Nebenhoden- oder Leistenfett zu sein, wie beispielsweise Veränderungen in der Expression der Adipohormon-responsiven Lipase, da FFA und Glycerin, die aus dem aus diesen Depots extrahierten Fett freigesetzt werden, zwischen den Temperaturen liegen Gruppen sind einander ähnlich.Obwohl wir den Sympathikustonus in der aktuellen Studie nicht untersucht haben, haben andere herausgefunden, dass er (basierend auf der Herzfrequenz und dem mittleren arteriellen Druck) linear mit der Umgebungstemperatur bei Mäusen zusammenhängt und bei 30 °C etwa niedriger ist als bei 22 °C. 20 % C Somit könnten temperaturabhängige Unterschiede im Sympathikustonus in unserer Studie eine Rolle bei der Lipolyse spielen, aber da eine Erhöhung des Sympathikustonus die Lipolyse eher stimuliert als hemmt, könnten andere Mechanismen dieser Abnahme bei kultivierten Mäusen entgegenwirken.Mögliche Rolle beim Abbau von Körperfett.Zimmertemperatur.Darüber hinaus wird ein Teil der stimulierenden Wirkung des sympathischen Tonus auf die Lipolyse indirekt durch eine starke Hemmung der Insulinsekretion vermittelt, was die Wirkung von Insulin, das die Supplementierung unterbricht, auf die Lipolyse unterstreicht30, aber in unserer Studie waren Nüchtern-Plasma-Insulin und C-Peptid-Sympathikus-Tonus bei unterschiedlichen Temperaturen unterschiedlich nicht aus, um die Lipolyse zu verändern.Stattdessen stellten wir fest, dass Unterschiede im Energiestatus höchstwahrscheinlich die Hauptursache für diese Unterschiede bei DIO-Mäusen waren.Die zugrunde liegenden Gründe, die zu einer besseren Regulierung der Nahrungsaufnahme mit EE bei normalgewichtigen Mäusen führen, müssen weiter untersucht werden.Im Allgemeinen wird die Nahrungsaufnahme jedoch durch homöostatische und hedonische Signale gesteuert31,32,33.Obwohl umstritten ist, welches der beiden Signale quantitativ wichtiger ist,31,32,33 ist bekannt, dass der langfristige Verzehr von fettreichen Lebensmitteln zu einem eher genussorientierten Essverhalten führt, das in gewissem Maße nichts damit zu tun hat Homöostase..– geregelte Nahrungsaufnahme34,35,36.Daher könnte das erhöhte hedonische Fressverhalten von DIO-Mäusen, die mit 45 % HFD behandelt wurden, einer der Gründe dafür sein, dass diese Mäuse die Nahrungsaufnahme nicht mit EE in Einklang brachten.Interessanterweise wurden auch Unterschiede im Appetit und den blutzuckerregulierenden Hormonen bei den temperaturkontrollierten DIO-Mäusen beobachtet, nicht jedoch bei normalgewichtigen Mäusen.Bei DIO-Mäusen stiegen die Leptinspiegel im Plasma mit der Temperatur und die Glucagonspiegel sanken mit der Temperatur.Inwieweit die Temperatur diese Unterschiede direkt beeinflussen kann, bedarf weiterer Untersuchungen, aber im Fall von Leptin spielte die relative negative Energiebilanz und damit die geringere Fettmasse bei Mäusen bei 22 °C sicherlich eine wichtige Rolle, ebenso wie die Fettmasse und das Plasma-Leptin stark korreliert37.Allerdings ist die Interpretation des Glucagon-Signals rätselhafter.Wie bei Insulin wurde die Glucagonsekretion durch einen Anstieg des Sympathikustonus stark gehemmt, der höchste Sympathikustonus wurde jedoch in der 22°C-Gruppe vorhergesagt, die die höchsten Glucagonkonzentrationen im Plasma aufwies.Insulin ist ein weiterer starker Regulator des Plasmaglukagons, und Insulinresistenz und Typ-2-Diabetes stehen in engem Zusammenhang mit Fasten und postprandialer Hyperglukagonämie 38,39.Allerdings waren die DIO-Mäuse in unserer Studie auch insulinunempfindlich, sodass dies auch nicht der Hauptfaktor für den Anstieg der Glucagon-Signalisierung in der 22°C-Gruppe sein konnte.Der Leberfettgehalt ist auch positiv mit einem Anstieg der Glucagonkonzentration im Plasma verbunden, zu dessen Mechanismen wiederum eine hepatische Glucagonresistenz, eine verringerte Harnstoffproduktion, erhöhte Konzentrationen zirkulierender Aminosäuren und eine erhöhte Aminosäure-stimulierte Glucagonsekretion gehören können40,41, 42.Da sich die extrahierbaren Konzentrationen von Glycerin und TG in unserer Studie jedoch nicht zwischen den Temperaturgruppen unterschieden, konnte dies auch kein potenzieller Faktor für den Anstieg der Plasmakonzentrationen in der 22°C-Gruppe sein.Trijodthyronin (T3) spielt eine entscheidende Rolle bei der Gesamtstoffwechselrate und der Einleitung der metabolischen Abwehr gegen Unterkühlung43,44.Somit steigt die Plasma-T3-Konzentration, die möglicherweise durch zentral vermittelte Mechanismen gesteuert wird,45,46 sowohl bei Mäusen als auch beim Menschen unter weniger als thermoneutralen Bedingungen an47, obwohl der Anstieg beim Menschen geringer ist, was bei Mäusen anfälliger ist.Dies steht im Einklang mit einem Wärmeverlust an die Umgebung.Wir haben die Plasma-T3-Konzentrationen in der aktuellen Studie nicht gemessen, aber die Konzentrationen könnten in der 30°C-Gruppe niedriger gewesen sein, was die Wirkung dieser Gruppe auf die Plasma-Glukagonspiegel erklären könnte, wie wir (aktualisierte Abbildung 5a) und andere gezeigt haben T3 erhöht dosisabhängig den Plasmaglukagonspiegel.Es wurde berichtet, dass Schilddrüsenhormone die FGF21-Expression in der Leber induzieren.Wie bei Glucagon stiegen auch die FGF21-Plasmakonzentrationen mit den T3-Plasmakonzentrationen an (ergänzende Abbildung 5b und Lit. 48), aber im Vergleich zu Glucagon wurden die FGF21-Plasmakonzentrationen in unserer Studie nicht durch die Temperatur beeinflusst.Die zugrunde liegenden Gründe für diese Diskrepanz erfordern weitere Untersuchungen, aber die T3-gesteuerte FGF21-Induktion sollte bei höheren T3-Expositionsniveaus auftreten als bei der beobachteten T3-gesteuerten Glucagon-Reaktion (ergänzende Abbildung 5b).
Es wurde gezeigt, dass HFD bei Mäusen, die bei 22 °C aufgezogen wurden, stark mit einer beeinträchtigten Glukosetoleranz und Insulinresistenz (Marker) verbunden ist.Allerdings war HFD weder mit einer beeinträchtigten Glukosetoleranz noch mit einer Insulinresistenz verbunden, wenn sie in einer thermoneutralen Umgebung (hier definiert als 28 °C) gezüchtet wurden 19 .In unserer Studie wurde dieser Zusammenhang bei DIO-Mäusen nicht wiederholt, aber normalgewichtige Mäuse, die bei 30 °C gehalten wurden, verbesserten die Glukosetoleranz deutlich.Der Grund für diesen Unterschied bedarf weiterer Untersuchungen, könnte aber durch die Tatsache beeinflusst werden, dass die DIO-Mäuse in unserer Studie insulinresistent waren und die C-Peptid-Konzentration im Nüchternplasma sowie die Insulinkonzentration 12–20 Mal höher waren als bei Mäusen mit normalem Gewicht.und im Blut auf nüchternen Magen.Glukosekonzentrationen von etwa 10 mM (etwa 6 mM bei normalem Körpergewicht), was ein kleines Fenster für mögliche positive Auswirkungen der Exposition gegenüber thermoneutralen Bedingungen zur Verbesserung der Glukosetoleranz zu lassen scheint.Ein möglicherweise verwirrender Faktor besteht darin, dass OGTT aus praktischen Gründen bei Raumtemperatur durchgeführt wird.Daher erlebten Mäuse, die bei höheren Temperaturen gehalten wurden, einen leichten Kälteschock, der die Glukoseabsorption/-clearance beeinträchtigen kann.Basierend auf ähnlichen Nüchternblutzuckerkonzentrationen in verschiedenen Temperaturgruppen haben Änderungen der Umgebungstemperatur die Ergebnisse jedoch möglicherweise nicht wesentlich beeinflusst.
Wie bereits erwähnt, wurde kürzlich hervorgehoben, dass eine Erhöhung der Raumtemperatur einige Reaktionen auf Kältestress abschwächen kann, was die Übertragbarkeit von Mausdaten auf den Menschen in Frage stellen könnte.Es ist jedoch nicht klar, welche Temperatur für die Haltung von Mäusen optimal ist, um die menschliche Physiologie nachzuahmen.Die Antwort auf diese Frage kann auch durch das Studienfach und den untersuchten Endpunkt beeinflusst werden.Ein Beispiel hierfür ist die Auswirkung der Ernährung auf die Fettansammlung in der Leber, die Glukosetoleranz und die Insulinresistenz19.In Bezug auf den Energieaufwand glauben einige Forscher, dass Thermoneutralität die optimale Temperatur für die Aufzucht ist, da Menschen nur wenig zusätzliche Energie benötigen, um ihre Körperkerntemperatur aufrechtzuerhalten, und sie definieren eine einzelne Rundentemperatur für erwachsene Mäuse als 30 °C7,10.Andere Forscher gehen davon aus, dass eine Temperatur, die mit der Temperatur vergleichbar ist, die Menschen typischerweise bei erwachsenen Mäusen auf einem Knie haben, bei 23–25 °C liegt, da sie eine Thermoneutralität von 26–28 °C ermittelten und bei Menschen eine Temperatur von etwa 3 °C unterschritten.ihre untere kritische Temperatur, hier definiert als 23°C, liegt bei knapp 8,12.Unsere Studie steht im Einklang mit mehreren anderen Studien, die besagen, dass thermische Neutralität bei 26–28 °C nicht erreicht wird4, 7, 10, 11, 24, 25, was darauf hindeutet, dass 23–25 °C zu niedrig sind.Ein weiterer wichtiger Faktor, der hinsichtlich Raumtemperatur und Thermoneutralität bei Mäusen berücksichtigt werden muss, ist die Einzel- oder Gruppenhaltung.Wenn Mäuse wie in unserer Studie in Gruppen und nicht einzeln gehalten wurden, war die Temperaturempfindlichkeit verringert, möglicherweise aufgrund der Enge der Tiere.Bei Verwendung von drei Gruppen lag die Raumtemperatur jedoch immer noch unter der LTL von 25.Der vielleicht wichtigste Unterschied zwischen den Arten in dieser Hinsicht ist die quantitative Bedeutung der BAT-Aktivität als Abwehr gegen Unterkühlung.Während Mäuse ihren höheren Kalorienverlust weitgehend durch eine Erhöhung der BAT-Aktivität kompensierten, die allein bei 5 °C über 60 % EE beträgt,51,52 war der Beitrag der menschlichen BAT-Aktivität zur EE deutlich höher und viel geringer.Daher könnte die Reduzierung der BAT-Aktivität ein wichtiger Weg zur Verbesserung der menschlichen Übersetzung sein.Die Regulierung der BAT-Aktivität ist komplex, wird jedoch häufig durch die kombinierten Wirkungen von adrenerger Stimulation, Schilddrüsenhormonen und UCP114,54,55,56,57-Expression vermittelt.Unsere Daten deuten darauf hin, dass die Temperatur im Vergleich zu Mäusen mit 22 °C auf über 27,5 °C erhöht werden muss, um Unterschiede in der Expression von BAT-Genen zu erkennen, die für Funktion/Aktivierung verantwortlich sind.Die zwischen den Gruppen bei 30 und 22 °C festgestellten Unterschiede deuteten jedoch nicht immer auf einen Anstieg der BAT-Aktivität in der 22 °C-Gruppe hin, da Ucp1, Adrb2 und Vegf-a in der 22 °C-Gruppe herunterreguliert waren.Die Ursache dieser unerwarteten Ergebnisse muss noch ermittelt werden.Eine Möglichkeit besteht darin, dass ihre erhöhte Expression möglicherweise kein Signal einer erhöhten Raumtemperatur widerspiegelt, sondern vielmehr eine akute Auswirkung der Temperaturerhöhung von 30 °C auf 22 °C am Tag der Entnahme (die Mäuse erlebten dies 5–10 Minuten vor dem Abheben). .).
Eine allgemeine Einschränkung unserer Studie besteht darin, dass wir nur männliche Mäuse untersucht haben.Andere Untersuchungen deuten darauf hin, dass das Geschlecht bei unseren primären Indikationen eine wichtige Rolle spielen könnte, da weibliche Mäuse mit einem Knie aufgrund der höheren Wärmeleitfähigkeit und der Aufrechterhaltung einer strenger kontrollierten Kerntemperatur temperaturempfindlicher sind.Darüber hinaus zeigten weibliche Mäuse (auf HFD) einen größeren Zusammenhang zwischen der Energieaufnahme und EE bei 30 °C im Vergleich zu männlichen Mäusen, die mehr Mäuse des gleichen Geschlechts konsumierten (in diesem Fall 20 °C) 20 .So ist bei weiblichen Mäusen der subthermonetrale Wirkungsgehalt höher, zeigt aber das gleiche Muster wie bei männlichen Mäusen.In unserer Studie haben wir uns auf männliche Mäuse mit einem Knie konzentriert, da dies die Bedingungen sind, unter denen die meisten Stoffwechselstudien zur Untersuchung von EE durchgeführt werden.Eine weitere Einschränkung unserer Studie bestand darin, dass die Mäuse während der gesamten Studie die gleiche Diät erhielten, was eine Untersuchung der Bedeutung der Raumtemperatur für die metabolische Flexibilität (gemessen durch RER-Änderungen bei Ernährungsumstellungen in verschiedenen Makronährstoffzusammensetzungen) ausschloss.bei weiblichen und männlichen Mäusen, die bei 20 °C gehalten wurden, im Vergleich zu entsprechenden Mäusen, die bei 30 °C gehalten wurden.
Zusammenfassend zeigt unsere Studie, dass, wie auch in anderen Studien, normalgewichtige Mäuse der ersten Runde oberhalb der vorhergesagten 27,5 °C thermoneutral sind.Darüber hinaus zeigt unsere Studie, dass Fettleibigkeit bei Mäusen mit normalem Gewicht oder DIO kein wichtiger Isolationsfaktor ist, was zu ähnlichen Temperatur-EE-Verhältnissen bei DIO- und normalgewichtigen Mäusen führt.Während die Nahrungsaufnahme von normalgewichtigen Mäusen mit der EE übereinstimmte und somit ein stabiles Körpergewicht über den gesamten Temperaturbereich aufrechterhielt, war die Nahrungsaufnahme von DIO-Mäusen bei unterschiedlichen Temperaturen gleich, was zu einem höheren Anteil an Mäusen bei 30 °C führte .bei 22°C nahm mehr Körpergewicht zu.Insgesamt sind systematische Studien, die die potenzielle Bedeutung des Lebens unter thermoneutralen Temperaturen untersuchen, aufgrund der häufig beobachteten schlechten Verträglichkeit zwischen Studien an Mäusen und Menschen gerechtfertigt.Beispielsweise könnte bei Adipositas-Studien eine teilweise Erklärung für die im Allgemeinen schlechtere Übersetzbarkeit auf die Tatsache zurückzuführen sein, dass Studien zur Gewichtsabnahme bei Mäusen normalerweise an mäßig kältegestressten Tieren durchgeführt werden, die aufgrund ihres erhöhten EE bei Raumtemperatur gehalten werden.Übermäßiger Gewichtsverlust im Vergleich zum erwarteten Körpergewicht einer Person, insbesondere wenn der Wirkungsmechanismus auf einer Erhöhung des EE durch eine Erhöhung der Aktivität von BAP beruht, das bei Raumtemperatur aktiver und aktivierter ist als bei 30 °C.
In Übereinstimmung mit dem dänischen Tierversuchsgesetz (1987) und den National Institutes of Health (Veröffentlichung Nr. 85-23) und dem Europäischen Übereinkommen zum Schutz von Wirbeltieren, die für experimentelle und andere wissenschaftliche Zwecke verwendet werden (Europarat Nr. 123, Straßburg). , 1985).
Zwanzig Wochen alte männliche C57BL/6J-Mäuse wurden von Janvier Saint Berthevin Cedex, Frankreich, bezogen und erhielten nach Belieben Standardfutter (Altromin 1324) und Wasser (~22 °C) nach einem 12:12-stündigen Licht:Dunkel-Zyklus.Zimmertemperatur.Männliche DIO-Mäuse (20 Wochen) wurden vom gleichen Lieferanten bezogen und erhielten nach Belieben Zugang zu einer 45 % fettreichen Diät (Kat.-Nr. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA) und Wasser unter Aufzuchtbedingungen.Die Mäuse wurden eine Woche vor Beginn der Studie an die Umgebung angepasst.Zwei Tage vor der Übertragung auf das indirekte Kalorimetriesystem wurden die Mäuse gewogen, einer MRT-Untersuchung (EchoMRITM, TX, USA) unterzogen und in vier Gruppen entsprechend Körpergewicht, Fett und normalem Körpergewicht eingeteilt.
Ein grafisches Diagramm des Studiendesigns ist in Abbildung 8 dargestellt. Mäuse wurden in ein geschlossenes und temperaturgesteuertes indirektes Kalorimetriesystem bei Sable Systems Internationals (Nevada, USA) überführt, das Lebensmittel- und Wasserqualitätsmonitore und einen Promethion BZ1-Rahmen zur Aufzeichnung umfasste Aktivitätsniveaus durch Messung von Strahlunterbrechungen.XYZ.Mäuse (n = 8) wurden einzeln bei 22, 25, 27,5 oder 30 °C unter Verwendung von Einstreu, aber ohne Unterschlupf und Nistmaterial in einem 12:12-stündigen Licht-Dunkel-Zyklus gehalten (Licht: 06:00–18:00 Uhr). .2500 ml/min.Die Mäuse wurden vor der Registrierung 7 Tage lang akklimatisiert.Die Aufnahmen wurden vier Tage hintereinander gesammelt.Danach wurden die Mäuse weitere 12 Tage lang bei den jeweiligen Temperaturen von 25, 27,5 und 30 °C gehalten, wonach die Zellkonzentrate wie unten beschrieben zugegeben wurden.In der Zwischenzeit wurden Gruppen von Mäusen, die bei 22 °C gehalten wurden, zwei weitere Tage lang bei dieser Temperatur gehalten (um neue Basisdaten zu sammeln), und dann wurde die Temperatur zu Beginn der Lichtphase jeden zweiten Tag in Schritten von 2 °C erhöht ( 06:00) bis zum Erreichen von 30 °C. Danach wurde die Temperatur auf 22 °C gesenkt und die Daten wurden für weitere zwei Tage gesammelt.Nach zwei weiteren Tagen der Aufzeichnung bei 22 °C wurden allen Zellen bei allen Temperaturen Häute hinzugefügt und die Datenerfassung begann am zweiten Tag (Tag 17) und für drei Tage.Danach (Tag 20) wurde allen Zellen zu Beginn des Lichtzyklus (06:00 Uhr) Nistmaterial (8–10 g) zugesetzt und die Daten wurden für weitere drei Tage gesammelt.So wurden am Ende der Studie Mäuse, die bei 22 °C gehalten wurden, 21/33 Tage lang bei dieser Temperatur und die letzten 8 Tage bei 22 °C gehalten, während Mäuse bei anderen Temperaturen 33 Tage lang bei dieser Temperatur gehalten wurden./33 Tage.Mäuse wurden während des Untersuchungszeitraums gefüttert.
Normalgewichtige und DIO-Mäuse folgten den gleichen Studienverfahren.Am Tag -9 wurden die Mäuse gewogen, einer MRT-Untersuchung unterzogen und in Gruppen mit vergleichbarem Körpergewicht und Körperzusammensetzung eingeteilt.Am Tag -7 wurden die Mäuse in ein geschlossenes, temperaturgesteuertes indirektes Kalorimetriesystem von SABLE Systems International (Nevada, USA) überführt.Die Mäuse wurden einzeln mit Einstreu, aber ohne Nist- oder Unterschlupfmaterialien gehalten.Die Temperatur kann auf 22, 25, 27,5 oder 30 °C eingestellt werden.Nach einer Woche Akklimatisierung (Tage –7 bis 0, Tiere wurden nicht gestört) wurden Daten an vier aufeinanderfolgenden Tagen gesammelt (Tage 0–4, Daten in den Abbildungen 1, 2, 5 dargestellt).Danach wurden Mäuse, die bei 25, 27,5 und 30 °C gehalten wurden, bis zum 17. Tag unter konstanten Bedingungen gehalten.Gleichzeitig wurde die Temperatur in der 22°C-Gruppe jeden zweiten Tag in Abständen von 2°C erhöht, indem der Temperaturzyklus (06:00 Uhr) zu Beginn der Lichtexposition angepasst wurde (Daten sind in Abb. 1 dargestellt). .Am 15. Tag sank die Temperatur auf 22 °C und zwei Tage lang wurden Daten gesammelt, um Basisdaten für nachfolgende Behandlungen bereitzustellen.Am 17. Tag wurden allen Mäusen Felle hinzugefügt, und am 20. Tag wurde Nistmaterial hinzugefügt (Abb. 5).Am 23. Tag wurden die Mäuse gewogen, einer MRT-Untersuchung unterzogen und dann 24 Stunden lang in Ruhe gelassen.Am 24. Tag wurden die Mäuse vom Beginn der Photoperiode (06:00 Uhr) an fasten gelassen und erhielten um 12:00 Uhr (6–7 Stunden Fasten) OGTT (2 g/kg).Danach wurden die Mäuse in ihren jeweiligen SABLE-Zustand zurückversetzt und am zweiten Tag (Tag 25) eingeschläfert.
DIO-Mäuse (n = 8) folgten dem gleichen Protokoll wie normalgewichtige Mäuse (wie oben und in Abbildung 8 beschrieben).Mäuse behielten während des gesamten Energieverbrauchsexperiments einen HFD von 45 % bei.
VO2 und VCO2 sowie der Wasserdampfdruck wurden mit einer Frequenz von 1 Hz und einer Zellzeitkonstante von 2,5 Minuten aufgezeichnet.Die Nahrungs- und Wasseraufnahme wurde durch kontinuierliche Aufzeichnung (1 Hz) des Gewichts der Futter- und Wassereimer erfasst.Der verwendete Qualitätsmonitor meldete eine Auflösung von 0,002 g.Die Aktivitätsniveaus wurden mit einem 3D-XYZ-Beam-Array-Monitor aufgezeichnet, die Daten wurden mit einer internen Auflösung von 240 Hz erfasst und jede Sekunde gemeldet, um die zurückgelegte Gesamtstrecke (m) mit einer effektiven räumlichen Auflösung von 0,25 cm zu quantifizieren.Die Daten wurden mit Sable Systems Macro Interpreter v.2.41 verarbeitet, wobei EE und RER berechnet und Ausreißer (z. B. falsche Essensereignisse) herausgefiltert wurden.Der Makrointerpreter ist so konfiguriert, dass er alle fünf Minuten Daten für alle Parameter ausgibt.
Zusätzlich zur Regulierung der EE kann die Umgebungstemperatur auch andere Aspekte des Stoffwechsels regulieren, einschließlich des postprandialen Glukosestoffwechsels, indem sie die Sekretion von Glukose metabolisierenden Hormonen reguliert.Um diese Hypothese zu testen, haben wir schließlich eine Körpertemperaturstudie durchgeführt, indem wir normalgewichtige Mäuse mit einer oralen DIO-Glukosebelastung (2 g/kg) provozierten.Methoden werden in zusätzlichen Materialien ausführlich beschrieben.
Am Ende der Studie (Tag 25) ließ man die Mäuse 2–3 Stunden lang fasten (beginnend um 06:00 Uhr), betäubte sie mit Isofluran und ließ sie durch retroorbitale Venenpunktion vollständig ausbluten.Die Quantifizierung von Plasmalipiden, Hormonen und Lipiden in der Leber wird in den ergänzenden Materialien beschrieben.
Um zu untersuchen, ob die Schalentemperatur intrinsische Veränderungen im Fettgewebe verursacht, die sich auf die Lipolyse auswirken, wurde Leisten- und Nebenhodenfettgewebe nach der letzten Blutungsphase direkt von Mäusen entfernt.Die Gewebe wurden unter Verwendung des neu entwickelten Ex-vivo-Lipolyse-Assays verarbeitet, der in „Ergänzende Methoden“ beschrieben ist.
Am Tag des Studienendes wurde braunes Fettgewebe (BAT) gesammelt und wie in den ergänzenden Methoden beschrieben verarbeitet.
Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt.Diagramme wurden in GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA) erstellt und Grafiken wurden in Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA) bearbeitet.Die statistische Signifikanz wurde in GraphPad Prism bewertet und bei Bedarf durch gepaarten t-Test, wiederholte Messungen einer einfaktoriellen/zweifaktoriellen ANOVA, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest, oder einer ungepaarten einfaktoriellen ANOVA, gefolgt von Tukeys Mehrfachvergleichstest, getestet.Die Gaußsche Verteilung der Daten wurde vor dem Test mit dem D'Agostino-Pearson-Normalitätstest validiert.Die Stichprobengröße ist im entsprechenden Abschnitt des Abschnitts „Ergebnisse“ sowie in der Legende angegeben.Unter Wiederholung versteht man jede Messung am selben Tier (in vivo oder an einer Gewebeprobe).Im Hinblick auf die Reproduzierbarkeit der Daten wurde in vier unabhängigen Studien mit verschiedenen Mäusen und einem ähnlichen Studiendesign ein Zusammenhang zwischen Energieverbrauch und Gehäusetemperatur nachgewiesen.
Detaillierte Versuchsprotokolle, Materialien und Rohdaten sind auf begründete Anfrage beim Hauptautor Rune E. Kuhre erhältlich.Diese Studie hat keine neuen einzigartigen Reagenzien, transgenen Tier-/Zelllinien oder Sequenzierungsdaten generiert.
Weitere Informationen zum Studiendesign finden Sie in der Zusammenfassung des Nature Research Report, die mit diesem Artikel verlinkt ist.
Alle Daten bilden ein Diagramm.1–7 wurden im Science-Datenbank-Repository hinterlegt, Zugangsnummer: 1253.11.sciencedb.02284 oder https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284.Die in ESM angezeigten Daten können nach angemessener Prüfung an Rune E Kuhre gesendet werden.
Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Labortiere als Ersatzmodelle für menschliche Fettleibigkeit. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Labortiere als Ersatzmodelle für menschliche Fettleibigkeit.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.und Tang-Christensen M. Labortiere als Ersatzmodelle für menschliche Fettleibigkeit. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Nilsson, C., Raun, K., Yan, FF, Larsen, MO & Tang-Christensen, M. Versuchstiere als Ersatzmodell für Menschen.Nilsson K, Raun K, Yang FF, Larsen MO.und Tang-Christensen M. Labortiere als Ersatzmodelle für Fettleibigkeit beim Menschen.Acta-Pharmakologie.crime 33, 173–181 (2012).
Gilpin, DA Berechnung der neuen Mie-Konstante und experimentelle Bestimmung der Brandgröße.Burns 22, 607–611 (1996).
Gordon, SJ Das thermoregulatorische System der Maus: seine Auswirkungen auf die Übertragung biomedizinischer Daten auf den Menschen.Physiologie.Verhalten.179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Keine isolierende Wirkung von Fettleibigkeit. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Keine isolierende Wirkung von Fettleibigkeit.Fischer AW, Chikash RI, von Essen G., Cannon B. und Nedergaard J. Kein Isolationseffekt von Fettleibigkeit. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Das Ziel ist keine isolierende Wirkung. Fischer, AW, Csikasz, RI, von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fettleibigkeit hat keine isolierende Wirkung.Ja.J. Physiologie.endokrin.Stoffwechsel.311, E202–E213 (2016).
Lee, P. et al.Temperaturangepasstes braunes Fettgewebe moduliert die Insulinsensitivität.Diabetes 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ et al.Die niedrigere kritische Temperatur und die kälteinduzierte Thermogenese standen bei schlanken und übergewichtigen Personen in umgekehrtem Zusammenhang mit dem Körpergewicht und der Grundumsatzrate.J. Herzlich.Biologie.69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optimale Haltungstemperaturen für Mäuse, um die thermische Umgebung des Menschen nachzuahmen: Eine experimentelle Studie. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Optimale Haltungstemperaturen für Mäuse, um die thermische Umgebung des Menschen nachzuahmen: Eine experimentelle Studie.Fischer, AW, Cannon, B. und Nedergaard, J. Optimale Stalltemperaturen für Mäuse, um die menschliche thermische Umgebung nachzuahmen: Eine experimentelle Studie. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. und Nedergaard J. Optimale Gehäusetemperatur für Mäuse, die die menschliche thermische Umgebung simulieren: Eine experimentelle Studie.Moore.Stoffwechsel.7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Was ist die beste Unterbringungstemperatur, um Mausexperimente auf den Menschen zu übertragen? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Was ist die beste Unterbringungstemperatur, um Mausexperimente auf den Menschen zu übertragen?Keyer J, Lee M und Speakman JR Was ist die beste Raumtemperatur, um Mausexperimente auf den Menschen zu übertragen? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Keijer, J., Li, M. & Speakman, JRKeyer J, Lee M und Speakman JR Was ist die optimale Schalentemperatur für die Übertragung von Mausexperimenten auf den Menschen?Moore.Stoffwechsel.25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ & MacDougald, OA Mäuse als experimentelle Modelle für die menschliche Physiologie: wenn mehrere Grad Wohntemperatur eine Rolle spielen. Seeley, RJ & MacDougald, OA Mäuse als experimentelle Modelle für die menschliche Physiologie: wenn mehrere Grad Wohntemperatur eine Rolle spielen. Seeley, RJ & MacDougald, OA Meine Kinder sind experimentelle Modelle für die Physiologie von Menschen: Sie haben erst nach wenigen Jahren eine Auszeichnung erhalten. Seeley, RJ & MacDougald, OA Mäuse als experimentelle Modelle für die menschliche Physiologie: Wenn ein paar Grad in einer Wohnung einen Unterschied machen. Seeley, RJ & MacDougald, OA Seeley, RJ & MacDougald, OA Meine Seeley, RJ und MacDougald, OA, als Experimentalmodell der Physiologie der Menschheit: Sie haben in der Vergangenheit nur wenige Temperaturabstufungen vorgenommen. Seeley, RJ & MacDougald, OA Mäuse als experimentelles Modell der menschlichen Physiologie: Wenn es auf ein paar Grad Raumtemperatur ankommt.Nationaler Stoffwechsel.3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Die Antwort auf die Frage „Was ist die beste Unterbringungstemperatur, um Mausexperimente auf den Menschen zu übertragen?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Die Antwort auf die Frage „Was ist die beste Unterbringungstemperatur, um Mausexperimente auf den Menschen zu übertragen?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Antwort auf die Frage „Was ist die beste Raumtemperatur für die Übertragung von Mausexperimenten auf den Menschen?“ Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B. und Nedergaard J. Antworten auf die Frage „Was ist die optimale Schalentemperatur für die Übertragung von Mausexperimenten auf den Menschen?“Ja: thermoneutral.Moore.Stoffwechsel.26, 1-3 (2019).
Zeitpunkt der Veröffentlichung: 28. Okt. 2022
